Célulla
Laboratório

Por ser um exame relativamente rápido, o exame parasitológico de fezes é o mais utilizado para o diagnóstico de infestação por helmintos e protozoários em suas formas evolutivas. Não existe um exame capaz de evidenciar todas as formas parasitárias presentes nas fezes. Alguns métodos permitem detectar maior número delas; por outro lado, outros são mais específicos para determinado agente. Cada parasito, ou grupo de parasitos, possui características morfológicas e biológicas que permitem que técnicas eletivas sejam aplicadas para o seu diagnóstico. Indicações: Pesquisa de organismos significativos de infestações parasitárias e helmínticas. Interpretação clínica: Para a correta interpretação do resultado do parasitológico de fezes é essencial o conhecimento dos ciclos de vidas dos parasitos e helmintos. A não observação de organismos não significa ausência de parasitismo, mas tão somente que não foram encontrados organismos naquele material. A fim de aumentar a sensibilidade do exame é recomendável, no mínimo, o exame de três amostras distintas. Também é essencial que se conheça os métodos e colorações disponíveis mais específicos para o organismo que se quer diagnosticar. Seguem alguns exemplos que podem confundir a interpretação d eum exame negativo: enterobíase: a fêmea do Enterobius vermicularis migra para a região perianal e elimina aí os seus ovos durante a noite, o que torna mais adequado o método de Graham ou o swab anal com coleta pela manhã; teníase: a Taenia spp elimina as proglotes nas fezes e estas são evidenciadas pela tamização; a Giardia lamblia apresenta períodos de negatividade, quando não se encontram seus cistos nas fezes; o Schistosoma mansoni só atinge a fase adulta no interior das veias mesentéricas inferiores, onde realiza a postura dos ovos, que precisam atravessar a parede intestinal para serem eliminados nas fezes. Rotineiramente, o exame é realizado pelos métodos Hoffman e Ritchie. O método de Hoffman é mais eficiente na pesquisa de ovos de helmintos do que na detecção de cistos de protozoários. Já o método Ritchie permite uma boa concentração de parasitos. No entanto outros métodos podem ser indicados na dependência da indicação do médico assistente: para Ascaris lumbricoides: Hoffman, método direto e Kato-Katz, para a observação de ovos; para Ancilostomideos: Hoffman, método direto, Kato-Katz e Willis, para a observação de ovos ou larvas; para Schistosoma mansoni: sedimentação espontânea ou por centrifugação, método direto e Kato-Katz, para a observação de ovos; para Strongyloides stercoralis: Baermann-Moraes e sedimentação espontânea ou por centrifugação, para a observação de larvas; para Enterobius vermicularis: Graham (fita gomada), método direto, sedimentação espontânea ou por centrifugação e Kato-Katz,para a observação de ovos; para Giardia lamblia, Entamoeba histolytica, Entamoeba coli, Endolimax nana, Iodamoeba bütschlii: Faust, Ritchie, Hoffman e método direto, para a observação de cistos; tricromio de Weatley e hematoxilina- eosina para a observação de cistos e trofozoitos; para Cryptodsporidium spp, isospora belli, Cyclospora caetanensis, sarcocystis hominis: Zeel-Nielsen modificado (Henriksen & Pohlens) e safranina-azul de metileno; para Taenia: Hoffman, método direto, Kato-Katz, para observação de ovos e Tamização para a observação de proglotes; para Trichuris trichiura: Hoffman, método direto, Kato-Katz. Alguns métodos para a pesquisa de parasitos oportunistas, como o método de Sheather modificado coloração de Ziehl-Neelsen modificada, coloração de Kinyoun modificada, coloração pela safranina-azul de metileno e o método de Método de Kato-Katz. Sugestão de leitura complementar: Souza PX. Nova abordagem laboratorial na investigação das enteroparasitoses em humanos. Dissertação. Universidade Federal Fluminense, 2005. Disponível em http://www.bdtd.ndc.uff.br/tde_arquivos/19/TDE-2005-08-15T14:14:14Z-113/Publico/Patricia%20Xavier-Tese.pdf. Acesso em 11 de fevereiro de 2014